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The ω-regioselective hydroxylation of aliphatic compounds like alkanes or fatty acids with different chain lengths is a longstanding problem in chemistry. Chemo-catalyzed reactions suffer from subterminal hydroxylation and overoxidation which can only be solved by harsh reaction conditions. Biocatalysis offers interesting tools for these complex questions. In the present thesis several biocatalysts were investigated with the focus on cytochrome P450 monooxygenases (CYP or P450). These widely spread enzymes accept a variety of substrates and perform C–H hydroxylations with high regio- and stereospecificity. Particularly members of the bacterial CYP153A subfamily show interesting abilities in substrate specificity (alkanes) and terminal hydroxylation selectivity. Several CYP153A candidates were characterized in vitro towards alkanes, primary alcohols, mono (un)- and saturated fatty acids to determine the substrate specificity of the biocatalysts. Suitable enzymes have been selected to oxidize n butane as well as dodecanoic acid. Further enzyme improvements were achieved by employing optimization techniques like rational protein design, directed evolution experiments and establishment of self-sufficient fusions. CYP153AP. sp. from Polaromonas sp. and CYP153AM. aq. from Marinobacter aquaeolei were selected for a detailed in vitro analysis. CYP153AP. sp. was identified as predominant alkane ω hydroxylase which hydroxylates C5-C12 alkanes combined with ω-regioselectivity of up to 91 %. In contrast CYP153AM. aq. showed predominantly fatty acid ω-hydroxylase activity with a broad substrate spectrum (C8:0-C20:0 and 9(Z)/9(E) C14:1-C18:1). For the purpose of applying CYP153AM. aq. and CYP153AP. sp. in a bacterial whole cell system, a rational design approach was used to identify positions which are important for substrate selectivity and activity. CYP153AM. aq.(G307A) and CYP153AP. sp.(G254A) showed up to 10-fold higher activity against smaller substrates with further increased ω regioselectivity (more than 95 %). To optimize the coupling efficiency as well as protein expression, self-sufficient fusion constructs were established. The heme domain of the monooxygenase was fused to the reductase domain (CPR) of P450 BM3 from Bacillus megaterium. The measured coupling efficiency (more than 70 %) with the test substrate dodecanoic acid (C12-FA) was higher for CYP153AM. aq.(G307A)-CPRBM3 in comparison to the use of single redox proteins (ca. 20 %). Different accessible biocatalysts for the hydroxylation of gaseous n-butane to liquid 1 butanol were compared. These experiments resulted in final concentrations of 0.74-0.88 g per liter butanol after 24 h (more than 90 % ω regioselectivity) for CYP153AP. sp. and CYP153A6-BMO1 (CYP153A6-butane monooxygenase 1) applied in a E. coli resting cell experiment with their natural redox partners. After the improvements of enzymes via fusion establishment and optimization of the reaction conditions by a high-pressure tank, product concentrations of up to 4 g per liter after 24 hours were achieved with a cell mass of 18.7 gcdw. For further enzyme optimization, directed evolution with a SeSaM-library was applied. This strategy was combined with a viability in vivo screening based on Pseudomonas putida KT2440. This strain offers the opportunity to select mutants with the ability to hydroxylate alkanes at the terminal position because they are able to grow on primary alcohols as carbon source. The screening with butane enabled the identification of two new hotspots (Ala184 and Thr300) in the used enzyme CYP153AP. sp.. With a solid method in hand for the oxidation of gaseous n butane in whole cells we turned our attention towards dodecanoic acid as substrate. After initial shaking flask experiments, the performance of a non-engineered non solvent adapted E. coli resting cell system was increased in a small scale bioreactor (1 L). After first experiments with C12 FA yielding 1.2 g per liter ω-hydroxylated product in 30 h using a cell mass of 15.1 gcdw, dodecanoic acid methyl ester was used as substrate for bioconversion experiments. An additional outer membrane transporter in form of AlkL from P. putida was coexpressed to overcome the transfer limitation of the substrates. Parallel feeding with a glucose/glycerol mix and fine regulation of fermentation parameters (e.g. pO2) lead to maximum production concentrations of 4 g per liter in 28 h using 18.2 gcdw cell mass. The present studies successfully demonstrated new possibilities to optimize different CYP153A enzymes via rational design, directed evolution and fusion experiments. With CYP153A CPRBM3 a new promising way for the production of 1-butanol based on butane was shown. The flexibility of the biocatalyst was proven with the highest ever reported end concentrations for the synthesis of ω-dodecanoic acids with bacterial production hosts., Die ω-regioselektive Oxidation von Alkanen, Fettsäuren und anderen aliphatischen Verbindungen, ist ein größtenteils ungelöstes Problem im Bereich der Chemie. Speziell die Vermeidung von subterminaler Oxidation sowie Überoxidation kann bei klassischen, chemischen Verfahren nur mithilfe von sehr energieintensiven Verfahren gewährleistet werden. Die Biokatalyse bietet einige interessante Ansätze um diese herausfordernde Fragestellung zu lösen. In der vorliegenden Arbeit wurden verschiedene Biokatalysatoren untersucht mit dem Schwerpunkt auf Cytochrom P450 Monooxygenasen (CYP oder P450). Diese in der Natur weit verbreiteten Enzyme akzeptieren unterschiedliche Substrate und sind in der Lage eine regio- und stereospezifische Hydroxylierung einer C-H Bindung durchzuführen. Speziell die Mitglieder der CYP153A Unterfamilie (aus Bakterien) zeigen eine bemerkenswerte Substratspezifität gegenüber Alkanen gepaart mit einer hohen Regioselektivität für die Oxyfunktionalisierung terminaler Positionen. Die Substratspezifität von verschiedenen CYP153A Enzymen wurden in vitro gegenüber Alkanen, primären Alkoholen, (un)gesättigten und gesättigten Fettsäuren getestet. Vielversprechende Enzyme wurden für die Oxidation von n Butan und Dodecansäure ausgewählt. Verschiedenen Techniken wie rationales Design, gerichtete Evolution und die Synthese von Fusionsproteinen wurden verwendet, um die entsprechenden Enzyme zu optimieren. Neben CYP153AP. sp. aus Polaromonas sp. JS666 wurde auch CYP153AM. aq. aus Marinobacter aquaeolei VT8 für detaillierte Studien in dieser Untersuchungsreihe ausgewählt. CYP153AP. sp. ω hydroxyliert bevorzugt mittelkettige Alkane (C5-C12) mit einer ω Regioselektivität von bis zu 91 %. Im Gegensatz dazu kann CYP153AM. aq. als Katalysatoren bezeichnet werden, welcher Fettsäuren (C8:0-C20:0 und 9(Z)/9(E) C14:1-C18:1) als Substrate bevorzugt. Mit dem Ziel CYP153AM. aq. und CYP153AP. sp. in einem bakteriellen Ganzzellsystem zu nutzen, wurde rationales Design verwendet um Aminosäurepositionen zu identifizieren, welche für die Substratselektivität und Aktivität wichtig sind. CYP153AM. aq.(G307A) und CYP153AP. sp.(G254A) zeigten bis zu 10-fach höhere Aktivität gegenüber kleineren Substraten mit zusätzlich erhöhter ω Regioselektivität (mehr als 95 %). Um sowohl die Expression als auch die Elektronenübertragungseffizienz der Proteine zu verbessern, wurden Fusionsproteine hergestellt. Die ausgewählten Häm-Domänen wurden mit einer Reduktase-Domäne (CPR) aus P450 BM3 aus Bacillus megaterium fusioniert. Die Elektronenübertragungseffizienz für Dodecansäure (C12-FA) war mit mehr als 70 % von CYP153AM. aq.(G307A)-CPRBM3 deutlich höher als mit einzelnen Proteinen (ca. 20 %). Zunächst wurden unterschiedliche verfügbare Biokatalysatoren für die Oxidation von gasförmigem n Butan zu flüssigem 1-Butanol verglichen. CYP153AP. sp. und CYP153A6 BMO1 (CYP153A6 Butan Monooxygenase) erzielten nach 24 Stunden Endkonzentrationen zwischen 0.74-0.88 g/L Butanol mit ruhenden E. coli Zellen und deren natürlichen Redoxpartnern. Nach der Optimierung der Enzyme mittels Proteinfusion (CYP153AP. sp.(G254A)-CPR) und Verbesserung der Reaktionsbedingungen in Form eines Druckreaktors, konnten nach 24 h Produktkonzentrationen von bis zu 4 g/L mit einer Zellmasse von 18.7 gZtm gemessen werden. Des Weiteren wurde zur weiteren Enzymoptimierung eine gerichtete Evolution mit Hilfe einer SeSaM Mutantenbibliothek durchgeführt. Diese Strategie wurden mit einem Wachstumsassay untersucht, welcher auf Pseudomonas putida KT2440 basiert. Dieser Stamm bietet die Möglichkeit Mutanten zu selektionieren, welche die Fähigkeit besitzen Alkane terminal zu oxidieren. Dies ist gegeben, da der Stamm in der Lage ist primäre Alkohole als Kohlenstoffquelle zu nutzen. Durch diese Versuchsreihe konnten für CYP153AP.sp. zwei neue „hot spots“ (Ala184 und Thr300) für eine verbesserte Butanoxidation identifiziert werden. Nachdem ein System für die Oxidation von n-Butan in ganzen Zellen etabliert werden konnte, konnte dieses Wissen bei ähnlichen Systemen für die Hydroxylierung von Dodecansäure genutzt werden. Nach ersten Experimenten in Schüttelkolben wurde die Umsetzungsrate der nicht Lösungsmittel adaptierten, nicht metabolisch veränderten E. coli Zellen in einem Kleinfermenter (1 L) gesteigert. Mit C12-FA als Substrat konnte mit 15.1 gZtm Zellmasse nach 30 Stunden 1.2 g/L ω hydroxyliertes Produkt erhalten werden. In nachfolgenden Experimenten wurde Dodecansäuremethylester als Substrat verwendet. Ein Transporter für den Substrattransfer über die äußere bakterielle Membran wurde zusätzlich genutzt, um diesem limitierenden Faktor entgegenzuwirken. Eine kontinuierliche Fütterungsstrategie mit einem Glukose/Glycerin Mix und eine Optimierung der Fermentationsparameter (z.B. pO2), führten zu maximalen Produktausbeuten von bis zu 4 g/L nach 28 Stunden Reaktionszeit mit 18.2 gZtm Zellmasse. Die vorliegende Studie zeigt neue Möglichkeiten auf, um unterschiedliche Mitglieder der CYP153A Enzymfamilie mittels Methoden des rationalen Designs und gerichteter Evolution zu optimieren. Zudem konnten mit den CYP153A-CPRBM3 Katalysatoren ein vielversprechender Weg für die Herstellung von 1 Butanol ausgehend von n-Butan demonstriert werden. Die Vielseitigkeit des Biokatalytischen Systems wurde mit den höchsten bisher veröffentlichten Endkonzentrationen bei der Synthese von ω Hydroxy Dodecansäure mit einem bakteriellen Produktionssystem bestätigt.

The ω-regioselective hydroxylation of aliphatic compounds like alkanes or fatty acids with different chain lengths is a longstanding problem in chemistry. Chemo-catalyzed reactions suffer from subterminal hydroxylation and overoxidation which can only be solved by harsh reaction conditions. Biocatalysis offers interesting tools for these complex questions. In the present thesis several biocatalysts were investigated with the focus on cytochrome P450 monooxygenases (CYP or P450). These widely spread enzymes accept a variety of substrates and perform C–H hydroxylations with high regio- and stereospecificity. Particularly members of the bacterial CYP153A subfamily show interesting abilities in substrate specificity (alkanes) and terminal hydroxylation selectivity. Several CYP153A candidates were characterized in vitro towards alkanes, primary alcohols, mono (un)- and saturated fatty acids to determine the substrate specificity of the biocatalysts. Suitable enzymes have been selected to oxidize n butane as well as dodecanoic acid. Further enzyme improvements were achieved by employing optimization techniques like rational protein design, directed evolution experiments and establishment of self-sufficient fusions. CYP153AP. sp. from Polaromonas sp. and CYP153AM. aq. from Marinobacter aquaeolei were selected for a detailed in vitro analysis. CYP153AP. sp. was identified as predominant alkane ω hydroxylase which hydroxylates C5-C12 alkanes combined with ω-regioselectivity of up to 91 %. In contrast CYP153AM. aq. showed predominantly fatty acid ω-hydroxylase activity with a broad substrate spectrum (C8:0-C20:0 and 9(Z)/9(E) C14:1-C18:1). For the purpose of applying CYP153AM. aq. and CYP153AP. sp. in a bacterial whole cell system, a rational design approach was used to identify positions which are important for substrate selectivity and activity. CYP153AM. aq.(G307A) and CYP153AP. sp.(G254A) showed up to 10-fold higher activity against smaller substrates with further increased ω regioselectivity (more than 95 %). To optimize the coupling efficiency as well as protein expression, self-sufficient fusion constructs were established. The heme domain of the monooxygenase was fused to the reductase domain (CPR) of P450 BM3 from Bacillus megaterium. The measured coupling efficiency (more than 70 %) with the test substrate dodecanoic acid (C12-FA) was higher for CYP153AM. aq.(G307A)-CPRBM3 in comparison to the use of single redox proteins (ca. 20 %). Different accessible biocatalysts for the hydroxylation of gaseous n-butane to liquid 1 butanol were compared. These experiments resulted in final concentrations of 0.74-0.88 g per liter butanol after 24 h (more than 90 % ω regioselectivity) for CYP153AP. sp. and CYP153A6-BMO1 (CYP153A6-butane monooxygenase 1) applied in a E. coli resting cell experiment with their natural redox partners. After the improvements of enzymes via fusion establishment and optimization of the reaction conditions by a high-pressure tank, product concentrations of up to 4 g per liter after 24 hours were achieved with a cell mass of 18.7 gcdw. For further enzyme optimization, directed evolution with a SeSaM-library was applied. This strategy was combined with a viability in vivo screening based on Pseudomonas putida KT2440. This strain offers the opportunity to select mutants with the ability to hydroxylate alkanes at the terminal position because they are able to grow on primary alcohols as carbon source. The screening with butane enabled the identification of two new hotspots (Ala184 and Thr300) in the used enzyme CYP153AP. sp.. With a solid method in hand for the oxidation of gaseous n butane in whole cells we turned our attention towards dodecanoic acid as substrate. After initial shaking flask experiments, the performance of a non-engineered non solvent adapted E. coli resting cell system was increased in a small scale bioreactor (1 L). After first experiments with C12 FA yielding 1.2 g per liter ω-hydroxylated product in 30 h using a cell mass of 15.1 gcdw, dodecanoic acid methyl ester was used as substrate for bioconversion experiments. An additional outer membrane transporter in form of AlkL from P. putida was coexpressed to overcome the transfer limitation of the substrates. Parallel feeding with a glucose/glycerol mix and fine regulation of fermentation parameters (e.g. pO2) lead to maximum production concentrations of 4 g per liter in 28 h using 18.2 gcdw cell mass. The present studies successfully demonstrated new possibilities to optimize different CYP153A enzymes via rational design, directed evolution and fusion experiments. With CYP153A CPRBM3 a new promising way for the production of 1-butanol based on butane was shown. The flexibility of the biocatalyst was proven with the highest ever reported end concentrations for the synthesis of ω-dodecanoic acids with bacterial production hosts., Die ω-regioselektive Oxidation von Alkanen, Fettsäuren und anderen aliphatischen Verbindungen, ist ein größtenteils ungelöstes Problem im Bereich der Chemie. Speziell die Vermeidung von subterminaler Oxidation sowie Überoxidation kann bei klassischen, chemischen Verfahren nur mithilfe von sehr energieintensiven Verfahren gewährleistet werden. Die Biokatalyse bietet einige interessante Ansätze um diese herausfordernde Fragestellung zu lösen. In der vorliegenden Arbeit wurden verschiedene Biokatalysatoren untersucht mit dem Schwerpunkt auf Cytochrom P450 Monooxygenasen (CYP oder P450). Diese in der Natur weit verbreiteten Enzyme akzeptieren unterschiedliche Substrate und sind in der Lage eine regio- und stereospezifische Hydroxylierung einer C-H Bindung durchzuführen. Speziell die Mitglieder der CYP153A Unterfamilie (aus Bakterien) zeigen eine bemerkenswerte Substratspezifität gegenüber Alkanen gepaart mit einer hohen Regioselektivität für die Oxyfunktionalisierung terminaler Positionen. Die Substratspezifität von verschiedenen CYP153A Enzymen wurden in vitro gegenüber Alkanen, primären Alkoholen, (un)gesättigten und gesättigten Fettsäuren getestet. Vielversprechende Enzyme wurden für die Oxidation von n Butan und Dodecansäure ausgewählt. Verschiedenen Techniken wie rationales Design, gerichtete Evolution und die Synthese von Fusionsproteinen wurden verwendet, um die entsprechenden Enzyme zu optimieren. Neben CYP153AP. sp. aus Polaromonas sp. JS666 wurde auch CYP153AM. aq. aus Marinobacter aquaeolei VT8 für detaillierte Studien in dieser Untersuchungsreihe ausgewählt. CYP153AP. sp. ω hydroxyliert bevorzugt mittelkettige Alkane (C5-C12) mit einer ω Regioselektivität von bis zu 91 %. Im Gegensatz dazu kann CYP153AM. aq. als Katalysatoren bezeichnet werden, welcher Fettsäuren (C8:0-C20:0 und 9(Z)/9(E) C14:1-C18:1) als Substrate bevorzugt. Mit dem Ziel CYP153AM. aq. und CYP153AP. sp. in einem bakteriellen Ganzzellsystem zu nutzen, wurde rationales Design verwendet um Aminosäurepositionen zu identifizieren, welche für die Substratselektivität und Aktivität wichtig sind. CYP153AM. aq.(G307A) und CYP153AP. sp.(G254A) zeigten bis zu 10-fach höhere Aktivität gegenüber kleineren Substraten mit zusätzlich erhöhter ω Regioselektivität (mehr als 95 %). Um sowohl die Expression als auch die Elektronenübertragungseffizienz der Proteine zu verbessern, wurden Fusionsproteine hergestellt. Die ausgewählten Häm-Domänen wurden mit einer Reduktase-Domäne (CPR) aus P450 BM3 aus Bacillus megaterium fusioniert. Die Elektronenübertragungseffizienz für Dodecansäure (C12-FA) war mit mehr als 70 % von CYP153AM. aq.(G307A)-CPRBM3 deutlich höher als mit einzelnen Proteinen (ca. 20 %). Zunächst wurden unterschiedliche verfügbare Biokatalysatoren für die Oxidation von gasförmigem n Butan zu flüssigem 1-Butanol verglichen. CYP153AP. sp. und CYP153A6 BMO1 (CYP153A6 Butan Monooxygenase) erzielten nach 24 Stunden Endkonzentrationen zwischen 0.74-0.88 g/L Butanol mit ruhenden E. coli Zellen und deren natürlichen Redoxpartnern. Nach der Optimierung der Enzyme mittels Proteinfusion (CYP153AP. sp.(G254A)-CPR) und Verbesserung der Reaktionsbedingungen in Form eines Druckreaktors, konnten nach 24 h Produktkonzentrationen von bis zu 4 g/L mit einer Zellmasse von 18.7 gZtm gemessen werden. Des Weiteren wurde zur weiteren Enzymoptimierung eine gerichtete Evolution mit Hilfe einer SeSaM Mutantenbibliothek durchgeführt. Diese Strategie wurden mit einem Wachstumsassay untersucht, welcher auf Pseudomonas putida KT2440 basiert. Dieser Stamm bietet die Möglichkeit Mutanten zu selektionieren, welche die Fähigkeit besitzen Alkane terminal zu oxidieren. Dies ist gegeben, da der Stamm in der Lage ist primäre Alkohole als Kohlenstoffquelle zu nutzen. Durch diese Versuchsreihe konnten für CYP153AP.sp. zwei neue „hot spots“ (Ala184 und Thr300) für eine verbesserte Butanoxidation identifiziert werden. Nachdem ein System für die Oxidation von n-Butan in ganzen Zellen etabliert werden konnte, konnte dieses Wissen bei ähnlichen Systemen für die Hydroxylierung von Dodecansäure genutzt werden. Nach ersten Experimenten in Schüttelkolben wurde die Umsetzungsrate der nicht Lösungsmittel adaptierten, nicht metabolisch veränderten E. coli Zellen in einem Kleinfermenter (1 L) gesteigert. Mit C12-FA als Substrat konnte mit 15.1 gZtm Zellmasse nach 30 Stunden 1.2 g/L ω hydroxyliertes Produkt erhalten werden. In nachfolgenden Experimenten wurde Dodecansäuremethylester als Substrat verwendet. Ein Transporter für den Substrattransfer über die äußere bakterielle Membran wurde zusätzlich genutzt, um diesem limitierenden Faktor entgegenzuwirken. Eine kontinuierliche Fütterungsstrategie mit einem Glukose/Glycerin Mix und eine Optimierung der Fermentationsparameter (z.B. pO2), führten zu maximalen Produktausbeuten von bis zu 4 g/L nach 28 Stunden Reaktionszeit mit 18.2 gZtm Zellmasse. Die vorliegende Studie zeigt neue Möglichkeiten auf, um unterschiedliche Mitglieder der CYP153A Enzymfamilie mittels Methoden des rationalen Designs und gerichteter Evolution zu optimieren. Zudem konnten mit den CYP153A-CPRBM3 Katalysatoren ein vielversprechender Weg für die Herstellung von 1 Butanol ausgehend von n-Butan demonstriert werden. Die Vielseitigkeit des Biokatalytischen Systems wurde mit den höchsten bisher veröffentlichten Endkonzentrationen bei der Synthese von ω Hydroxy Dodecansäure mit einem bakteriellen Produktionssystem bestätigt.