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Diffusion and molecular binding processes are indispensable for biological systems. A vital step towards the understanding of such dynamics and their interplay is a thorough quantification of all parameters involved. This work addresses the characterization of biomolecular diffusion and binding dynamics using fluorescence correlation spectroscopy (FCS). To quantify the reversible surface attachment of fluorescently labeled molecules, a novel method termed surface-integrated FCS (SI-FCS) is developed. Using this technique, the association and dissociation rates of receptor-ligand pairs can be determined over a wide range of time scales, ranging from hundreds of milliseconds to tens of seconds. The surface of interest is exposed to a widefield illumination and a highly sensitive electron-multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera is used for detection, not only providing single-molecule sensitivity, but also enabling a parallel detection of the signal, which facilitates multiplexed SI-FCS measurements across the field of view. To validate this approach, we quantify the reversible hybridization of single-stranded deoxyribonucleic acid (DNA) using a standard total internal reflection fluorescence (TIRF) microscope. The nucleotide overlap was systematically varied to demonstrate the sensitivity of SI-FCS. Furthermore, this work extensively employs FCS in its more conventional form using a confocal microscope. The effect of refractive index mismatches on single-focus FCS measurements is thoroughly characterized and a regime in which unbiased experiments are possible is identified. Confocal FCS is used to monitor the filament formation of FtsZ proteins (filamenting temperature-sensitive mutant Z) and their breakage by the protein MipZ in vitro. Potential artifacts are identified and a novel model to analyze diffusing filaments in FCS experiments is derived, applied, and validated. These findings not only demonstrate that filament formation can be efficiently studied using confocal FCS, but also indicate that FtsZ from Caulobacter crescentus may intrinsically form small oligomers. Finally, this work characterizes the diffusion of biomolecules in lipid monolayers at the air-water interface using confocal FCS. A miniaturized fixed area-chamber, which requires only minute amounts of protein, is presented and validated. Using this design, monolayer experiments become accessible to studies where biomolecules can only be purified in small amounts. Moreover, the quantification of diffusion in monolayers using FCS is a major step towards the routine characterization of binding of biomolecules to lipid monolayers., Diffusion und molekulare Bindungsreaktionen sind elementare Prozesse in biologischen Systemen. Für das Verständnis solcher Dynamiken und deren Wechselwirkungen ist es letztlich unabdingbar die beteiligten Parameter exakt zu quantifizieren. Diesem Ziel folgend setzt sich diese Arbeit mit der Quantifizierung von Diffusions- und Bindungsdynamiken unter Nutzung der Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie (FCS) auseinander. Um die Assoziations- und Dissoziationsraten von reversiblen Bindungsreaktionen an Oberflächen zu messen, wurde im Rahmen dieser Arbeit eine neuartige Methode namens "surface-integrated FCS" (SI-FCS) entwickelt. Mittels dieser Methode können Bindungsraten zwischen Rezeptoren und fluoreszierenden Liganden in Zeitbereichen von Millisekunden bis über einer Minute gemessen werden. Die zu untersuchende Oberfläche, an der die Bindungsreaktionen stattfinden, wird mit einer Weitfeldausleuchtung beschienen und die daraufhin emittierte Fluoreszenz von den Liganden wird mit einer sehr empfindlichen Kamera (electron-multiplying charge-coupled device) detektiert. Diese Flächendetektion verfügt nicht nur über ausreichende Empfindlichkeit um einzelne Moleküle zu detektieren, sondern ermöglicht auch die parallele Messung mehrerer Autokorrelationskurven im Sichtfeld. Zur Validierung dieses neuartigen Ansatzes wird die reversible Hybridisierung von Desoxyribonukleinsäuren (DNS) mit einem im Rahmen dieser Arbeit konstruierten totalreflexionsbasiertem Fluoreszenzmikroskop (TIRF Mikroskop) quantifiziert. Die Anzahl der hybridisierenden Basenpaare wird in dieser Studie systematisch variiert und drückt sich in klaren Änderungen der gemessenen Bindungsraten aus. Damit wird die Sensitivität der Methode unterstrichen. Darüber hinaus bedient sich diese Arbeit der konventionellen konfokalen FCS. Das Problem von Proben, die einen anderen Brechungsindex als den von Wasser aufweisen, wird intensiv im Kontext von FCS Messungen beleuchtet. Abschließend werden Messbedingungen aufgezeigt unter denen systematische Messfehler und Artefakte, die auf den Brechungsindex zurückzuführen sind, vermieden werden können. In einem Teil dieser Arbeit wird die konfokale FCS genutzt um die Polymerisation von FtsZ Proteinen (Filamenting Temperature-Sensitive Z), sowie deren Zerlegung durch das Protein MipZ, zu untersuchen. Potentielle Fehlerquellen solcher Messungen werden beleuchtet und ein neues Modell für die Analyse von konfokalen FCS Messungen an Filamenten wird hergeleitet. Die präsentierten Ergebnisse zeigen nicht nur, dass FCS eine geeignete Methode ist umWachstum und Zerfall von Filamenten im Allgemeinen zu charakterisieren, sondern liefern auch deutliche Hinweise, dass FtsZ aus dem Bakterium Caulobacter crescentus auch in Abwesenheit von Guanosintriphosphat (GTP) kurze Oligomere bildet. Letzteres ist insbesondere interessant, da typischerweise angenommen wird, dass FtsZ als monomeres Protein vorliegt und erst in Anwesenheit von GTP zu Filamenten polymerisiert. Abschließend quantifiziert diese Arbeit die Diffusion von Biomolekülen in Lipidmonoschichten an der Grenzfläche zwischen Luft und Wasser. Unter Verwendung der konfokalen FCS werden Messungen in Miniaturkammern durchgeführt und validiert. Mithilfe dieser Methode werden Messungen an Biomolekülen ermöglicht, die nur in sehr geringen Mengen aufgereinigt werden können. Die hier präsentierten Diffusionsmessungen stellen einen wichtigen Schritt hin zur FCS basierten Charakterisierung der Bindungskinetiken von Biomolekülen zu Lipidmonoschichten dar.

We demonstrate the applicability of Single Plane Illumination Microscopy to Transient State Imaging (TRAST), offering sensitive microenvironmental information together with optical sectioning and reduced overall excitation light exposure of the specimen. The concept is verified by showing that transition rates can be determined accurately for free dye in solution and that fluorophore transition rates can be resolved pixel-wise in live cells. Furthermore, we derive a new theoretical framework for analyzing TRAST data acquired with arbitrary duty cycle pulse trains. By this analysis it is possible to reduce the overall measurement time and thereby enhance the frame rates in TRAST imaging. QC 20150707

20 p.-6 fig., FtsZ, the primary protein of the bacterial Z ring guiding cell division, has been recently shown to engage in intriguing treadmilling dynamics along the circumference of the division plane. When coreconstituted in vitro with FtsA, one of its natural membrane anchors, on flat supported membranes, these proteins assemble into dynamic chiral vortices compatible with treadmilling of curved polar filaments. Replacing FtsA by a membrane-targeting sequence (mts) to FtsZ, we have discovered conditions for the formation of dynamic rings, showing that the phenomenon is intrinsic to FtsZ. Ring formation is only observed for a narrow range of protein concentrations at the bilayer, which is highly modulated by free Mg2+ and depends upon guanosine triphosphate (GTP) hydrolysis. Interestingly, the direction of rotation can be reversed by switching the mts from the C-terminus to the N-terminus of the protein, implying that the filament attachment must have a perpendicular component to both curvature and polarity. Remarkably, this chirality switch concurs with previously shown inward or outward membrane deformations by the respective FtsZ mutants. Our results lead us to suggest an intrinsic helicity of FtsZ filaments with more than one direction of curvature, supporting earlier hypotheses and experimental evidence., BMBF/MPG (grant number 031A359A MaxSynBio). The MaxSynBio consortium is jointly funded by the Federal Ministry of Education and Research of Germany and the Max Planck Society. The funder had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript. German-Israeli Foundation (GIF) (grant number 1160-137.14/2011). to MF and PS. AR is funded through the GIF for Scientific Research and Development. The funder had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript. Graduate School of Quantitative Biosciences of the Ludwig Maximilians University. DR-D and DG-S are supported by a DFG fellowship through QBM. The funder had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript. JM is supported by the Nanosystems Initiative Munich (NIM) excellence cluster and the International Max Planck Research School for Molecular Life Sciences (IMPRS). The funder had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript. Human Frontiers Science Program (grant number RGP0050/2010). to GR and PS. The funder had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript. Spanish Government (grant number BFU2016-75471-C2-1-P). to GR. The funder had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript. Israel Academy of Science and Humanities (grant number 1701/13). to MF.