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La mutagenèse dirigée est un outil indispensable à toute étude microbiologique, car elle permet d’identifier le rôle de certains locus génétiques identifiés comme acteurs potentiels dans des contextes précis. Cependant, les protocoles de mutagenèse dirigée sont longs et laborieux, et leur mise en œuvre est l’un des points limitants en recherche. L’émergence de CRISPR-Cas9 (clustered regularly interspaced short palindromic repeats) comme outil moléculaire a permis d’accélérer et de faciliter ces procédures de mutagenèse par contre-sélection. La limite de ces protocoles se situe dans la régénération de l’espaceur effectuant la contre-sélection. Notre plateforme CRISPR, dénommée Horus, offre une solution à cette limitation. Elle utilise du clonage in vivo afin de raccourcir autant la durée que la charge de travail du protocole, pour aboutir à l'obtention de mutants en une seule étape. Pour se faire nous avons conçu in silico un ARN guide synthétique capable d’agir comme un interrupteur génétique (porte logique ET) et de performer une contre sélection (discriminant les bactéries de types sauvages des mutants) via le système CRISPR-Cas9., Site-directed mutagenesis is an essential tool for any microbiological study because it makes it possible to identify the role of certain loci identified as potential actors in specific contexts. However, site-directed mutagenesis protocols are long and laborious, and their implementation is one of the limiting points of research. The emergence of CRISPR-Cas9 (clustered regularly interspaced short palindromic repeats) as a molecular tool has accelerated the facilitation of these counter-selection mutagenesis protocols. The limitation of these protocols lies in the regeneration of the protospacer mediating the counter selection. Our CRISPR platform, called Horus (HOmologuous Recombination Using SsDNA), offers a solution to this limitation. It uses in vivo cloning to shorten both the duration and the workload of the protocol, allowing to obtain mutants strains in just one step. To do so, we designed in silico a synthetic guide RNA capable of acting as a genetic switch (AND Gate) and performing counter-selection (discriminating WT bacteria from mutants) via the CRISPR-Cas9 system.

Synthetic biology is an advanced form of genetic manipulation that applies the principles of modularity and engineering design to reprogram cells by changing their DNA. Over the last decade, synthetic biology has begun to be applied to bacteria that naturally produce biomaterials, in order to boost material production, change material properties and to add new functionalities to the resulting material. Recent work has used synthetic biology to engineer several Komagataeibacter strains; bacteria that naturally secrete large amounts of the versatile and promising material bacterial cellulose (BC). In this review, we summarize how genetic engineering, metabolic engineering and now synthetic biology have been used in Komagataeibacter strains to alter BC, improve its production and begin to add new functionalities into this easy-to-grow material. As well as describing the milestone advances, we also look forward to what will come next from engineering bacterial cellulose by synthetic biology.

As the development of metagenomic technologies in the past ten years, it is unquestionned that microorganisms encompass the largest resource of metabolic and genetic diversity in the world. Actually, one gramme of soil contains more than 109 bacteria and 103-104 species. Some of their members are able to carry out enzymatic reactions leading to the complete degradation of pollutants (such as quinoline). So, the biodegradation of some highly toxic or organic compounds by microorganisms will be a general trend for pollutant treatment. However, the huge reservoir of molecules and enzymes from microorganisms still need to be explored because more than 99% of microorganisms cannot be cultivated in vitro.My work was based on collaboration between the University SJTU and Ecole Centrale de Lyon. Our partners at the University SJTU have built a laboratory scale denitrification reactor which was capable of degrading quinoline by removing the chemical oxygen demand. A new tool called "Genefish" has been developed in our laboratory as an alternative method for metagenomics which aims to discover novel industrial or environmental genes of interest. Following the early work in our laboratory, my thesis is presented here in two parts.In the first part, we set up a quinoline microcosm experiment both under aerobic and anaerobic condition using reference soil extensively studied in the laboratory at Ecole Centrale de LYON. This work aimed to reveal the potential bacterial diversity and even genes responsible for quinoline degradation. We used RISA(Ribosomal intergenic Spacer analysis) to analyze the bacteria community structure changes and GC/MS (Gas Chromatography-Mass Spectrometry) was also used to detect the quinoline degradation and reveal potential quinoline metabolic pathways under aerobic and anaerobic condition. Results showed great bacteria community structure changes and high quinoline degradation activity after the quinoline addition under aerobic condition. The future work is to investigate the bacteria community which may be responsible for quinoline degradation using the technique of NGS (Next Generation Sequencing).The second object of my thesis was to use the Genefish tool to capture targeted genes (the bcr gene responsible for the quinoline degradation in the wastewater treatment bioreactor) from the soil metagenome. The aim was to construct an E.coli strain containing a capture plasmid and Red system for capturing targeted genes from metagenomic DNA by homologous recombination. The capture plasmid includes a toxic cassette consisting of two suicide genes which can be activated by chemical induction, finally support the positive recombinants selection. It also contains two multiply cloning sites in which highly conserved sequences were inserted and works as the bait during recombination. We have tested the capacity of Genefish to capture the PCR products of bcr gene; the efficiency was low because of the persistence of several copies of the capture plasmid into the Genefish strain after recombination events. So, three strategies were tried to improve the recombination efficiency: co-electroporation, plasmid segregation and mono-copy capture plasmid construction. Finally, the strategy of plasmid segregation works but the recombination efficiency was still low maybe caused by the uncertain model of homologous recombination. The further research will focus on the transfer of the toxic cassette and homologous arms into the host strain chromosome, this new strategy will exclude the bad effect of low copy number capture plasmid, uncertain model of λ Red induced homologous recombination and the homologous arms site in the capture plasmid which are the most important factors influencing the homologous recombination efficiency in Genefish., Grâce au développement des technologies de métagénomique au cours des dix dernières années, il a été constaté que les micro-organismes représentent la plus grande ressource de diversité métabolique et génétique sur Terre. En effet, un gramme de sol contient 109 cellules bactériennes et 103-104 différentes espèces bactériennes. Certaines sont en mesure de réaliser des réactions enzymatiques conduisant à la dégradation complète de certains polluants toxiques pour l'environnement comme les composés organiques tels que la quinoléine. Cependant, l'immense réservoir de molécules et enzymes microbiennes n'a pas encore été exploité, car plus de 99% d'entre elles ne sont, pour l'instant, pas cultivables in vitro. Mon travail s'inscrit dans le cadre d'une collaboration entre l'Université SJTU (Shanghai Jiao Tong Université en Chine) et le groupe de G. M.E (Génomique Microbienne Environmentale) du laboratoire Ampère à l'Ecole Centrale de Lyon. Nos partenaires à l'Université SJTU ont construit un réacteur de dénitrification à l'échelle du laboratoire capable de dégrader la quinoléine en retirant la demande chimique en oxygène. Un nouvel outil appelé "Genefish" a été developpé dans notre laboratoire comme une méthode alternative de la métagénomique pour aider à la découverte de nouveaux gènes d'intérêt industriel ou environnemental. A la suite des premiers travaux réalisés dans notre laboratoire, ma thèse présentée ici comporte deux parties.Dans la première partie de ce travail, nous avons étudié le potentiel de dégradation de la quinoléine présente dans les bactéries d'un sol de référence largement étudié au laboratoire. Pour cela nous avons mis en place des expériences de microcosme qui visent à révéler la diversité potentielle des bactéries responsables de la dégradation de la quinoléine. Des analyses comparatives des profils RISA (Ribosomal Intergenic Spacer analysis) nous ont permis de mettre en évidence des changements dans la structure de la communauté des bactéries du sol incubé en conditions aérobie et anaérobie en présence de quinoléine. La dégradation de la quinoléine a été confirmée par technique de GC/MS (Gas Chromatography-Mass Spectrometry). Les travaux futurs seront de vérifier la communauté de bactéries responsables de la dégradation de quinoléine en utilisant la technique de NGS (Next Generation Sequencing).Le deuxième objectif de ma thèse a été d'utiliser Genefish dont la finalité est de capturer des gènes ciblés (le gène bcr qui serait responsable de la degradation de quinoléine dans le réacteur de nos partenaires) dans l'ADN métagénomique extrait du sol. Genefish consiste à élaborer une souche d'E.coli incluant un plasmide de capture permettant de pêcher les gènes recherchés dans un échantillon d'ADN metagénomique par recombinaison homologue. Le plasmide de capture comprend une cassette de deux gènes toxiques pour la souche qui activés par induction chimique vont permettre la sélection positive directe des clones recombinants, et deux sites multiples de clonage dans lesquels sont insérées les zones de recombinaison qui vont jouer le rôle d'hameçons. Nous avons testé la capacité de Genefish à capturer des produits PCR du gène bcr, l'efficacité de recombinaison reste faible à cause de la persistance de plusieurs copies du plasmide suicide dans la cellule après l' évenement de recombinaison. Par conséquent, trois stratégies ont été essayées pour améliorer l'efficacité: la co-électroporation, la ségrégation de plasmide et la construction de plasmide suicide en mono-copie. Finalement, la stratégie de la ségrégation plasmidique fonctionne mais l'efficacité de recombinaison est encore trop faible peut-être due à l'incertitude des modèles de recombinaison homologue. Les travaux futurs se concentreront sur l'amélioration des fréquences de recombinaison par transfert de fragments du plasmide de capture dans le chromosome de la souche Genefish.