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One of the most common reasons for irreversible blindness of people in the Western World is age-related macular degeneration (AMD). Yet, there is no possiblity to cure this degenerative disease. Promising resarch is based on human induced pluripotent stem cells (hipsc) derived RPE cells transplanted on suitable membranes. Here, we focus on the surface modification of a porous membrane by atmospheric pressure plasma coating to enhance the adhesion of the RPE starting layer., Transactions on Additive Manufacturing Meets Medicine, Vol. 4 No. S1 (2022): Trans. AMMM Supplement

The small intestine represents a strong barrier separating the lumen from blood circulation thereby playing a major role in the absorption and the transport of pharmacological agents prior to their arrival on the respective target site. In order to gain more knowledge about specialized uptake mechanisms and risk assessment for the patient after oral admission of drugs, intestinal in vitro models demonstrating a close similarity to the in vivo situation are needed. In the past, cell line-based in vitro models composed of Caco-2 cells cultured on synthetic cell carriers represented the “gold standard” in the field of intestinal tissue engineering. Expressive advantages of these models are a reproducible, cost-efficient and standardized model set up, but cell function can be negatively influenced by the low porosity or unwanted molecular adhesion effects of the artificial scaffold material. Natural extracellular matrices (ECM) such as the porcine decellularized small intestinal submucosa (SIS) are used as alternative to overcome some common drawbacks; however, the fabrication of these scaffolds is time- and cost-intensive, less well standardized and the 3Rs (replacement, reduction, refinement) principle is not entirely fulfilled. Nowadays, biopolymer-based scaffolds such as the bacterial nanocellulose (BNC) suggest an interesting option of novel intestinal tissue engineered models, as the BNC shows comparable features to the native ECM regarding fiber arrangement and hydrophilic properties. Furthermore, the BNC is of non-animal origin and the manufacturing process is faster as well as well standardized at low costs. In this context, the first part of this thesis analyzed the BNC as alternative scaffold to derive standardized and functional organ models in vitro. Therefore, Caco-2 cells were cultured on two versions of BNC with respect to their surface topography, the unmodified BNC as rather smooth surface and the surface-structured BNC presenting an aligned fiber arrangement. As controls, Caco-2 in vitro models were set up on PET and SIS matrices. In this study, the BNC-based models demonstrated organ-specific properties comprising typical cellular morphologies, a characteristic tight junction protein expression profile, representative ultrastructural features and the formation of a tight epithelial barrier together with a corresponding transport activity. In summary, these results validated the high quality of the BNC-based Caco-2 models under cost-efficient conditions and their suitability for pre-clinical research purposes. However, the full functional diversity of the human intestine cannot be presented by Caco-2 cells due to their tumorigenic background and their exclusive representation of mature enterocytes. Next to the scaffold used for the setup of in vitro models, the cellular unit mainly drives functional performance, which demonstrates the crucial importance of mimicking the cellular diversity of the small intestine in vitro. In this context, intestinal primary organoids are of high interest, as they show a close similarity to the native epithelium regarding their cellular diversity comprising enterocytes, goblet cells, enteroendocrine cells, paneth cells, transit amplifying cells and stem cells. In general, such primary organoids grow in a 3D Matrigel® based environment and a medium formulation supplemented with a variety of growth factors to maintain stemness, to inhibit differentiation and to stimulate cell migration supporting long term in vitro culture. Intestinal primary spheroid/organoid cultures were set up as Transwell®-like models on both BNC variants, which resulted in a fragmentary cell layer and thereby unfavorable properties of these scaffold materials under the applied circumstances. As the BNC manufacturing process is highly flexible, surface properties could be adapted in future studies to enable a good cell adherence and barrier formation for primary intestinal cells, too. However, the application of these organoid cultures in pre-clinical research represents an enormous challenge, as the in vitro culture is complex and additionally time- and cost-intensive. With regard to the high potential of primary intestinal spheroids/organoids and the necessity of a simplified but predictive model in pre-clinical research purposes, the second part of this thesis addressed the establishment of a primary-derived immortalized intestinal cell line, which enables a standardized and cost-efficient culture (including in 2D), while maintaining the cellular diversity of the organoid in vitro cultures. In this study, immortalization of murine and human intestinal primary organoids was induced by ectopic expression of a 10- (murine) or 12 component (human) pool of genes regulating stemness and the cell cycle, which was performed in cooperation with the InSCREENeX GmbH in a 2D- and 3D-based transduction strategy. In first line, the established cell lines (cell clones) were investigated for their cell culture prerequisites to grow under simplified and cost-efficient conditions. While murine cell clones grew on uncoated plastic in a medium formulation supplemented with EGF, Noggin, Y-27632 and 10% FCS, the human cell clones demonstrated the necessity of a Col I pre coating together with the need for a medium composition commonly used for primary human spheroid/organoid cultures. Furthermore, the preceding analyses resulted in only one human cell clone and three murine cell clones for ongoing characterization. Studies regarding the proliferative properties and the specific gene as well as protein expression profile of the remaining cell clones have shown, that it is likely that transient amplifying cells (TACs) were immortalized instead of the differentiated cell types localized in primary organoids, as 2D, 3D or Transwell®-based cultures resulted in slightly different gene expression profiles and in a dramatically reduced mRNA transcript level for the analyzed marker genes representative for the differentiated cell types of the native epithelium. Further, 3D cultures demonstrated the formation of spheroid-like structures; however without forming organoid-like structures due to prolonged culture, indicating that these cell populations have lost their ability to differentiate into specific intestinal cell types. The Transwell®-based models set up of each clone exhibit organ-specific properties comprising an epithelial-like morphology, a characteristic protein expression profile with an apical mucus-layer covering the villin-1 positive cell layer, thereby representing goblet cells and enterocytes, together with representative tight junction complexes indicating an integer epithelial barrier. The proof of a functional as well as tight epithelial barrier in TEER measurements and in vivo-like transport activities qualified the established cell clones as alternative cell sources for tissue engineered models representing the small intestine to some extent. Additionally, the easy handling and cell expansion under more cost-efficient conditions compared to primary organoid cultures favors the use of these newly generated cell clones in bioavailability studies. Altogether, this work demonstrated new components, structural and cellular, for the establishment of alternative in vitro models of the small intestinal epithelium, which could be used in pre-clinical screenings for reproducible drug delivery studies., Der Dünndarm bildet eine starke Barriere aus, welche das Lumen vom Blutkreislauf trennt, und dadurch maßgeblich an der Absorption und dem Transport von pharmakologischen Wirkstoffen beteiligt ist, bevor diese ihren Wirkort erreichen. Um ein detaillierteres Wissen über die speziellen Aufnahmemechanismen zu erlangen und zur Risikoabschätzung für den Patienten nach oraler Aufnahme dieser Medikamente, sind intestinale in vitro Modelle erforderlich, die eine große Ähnlichkeit mit der Situation in vivo aufweisen. In der Vergangenheit stellten Caco-2 Zelllinien-basierte in vitro Modelle, die auf synthetischen Trägerstrukturen aufgebaut sind, den „Goldstandard“ auf dem Gebiet der intestinalen Geweberekonstruktion dar. Bedeutende Vorteile dieser Modelle sind der reproduzierbare, kosteneffiziente und standardisierte Modellaufbau, jedoch können die zellulären Funktionen durch die geringe Porosität oder die unerwünschten molekularen Adhäsionseffekte des künstlichen Trägermaterials negativ beeinflusst werden. Um einige häufige Nachteile zu überwinden werden natürliche extrazelluläre Matrizen (ECM) wie die porzine dezellularisierte Dünndarm-submukosa (SIS) verwendet, jedoch ist die Herstellung dieser Trägerstrukturen zeit- und kostenintensiv, weniger gut standardisiert und entspricht nicht ganzheitlich dem 3R-Prinzip (Replace = Vermeiden, Reduce = Verringern, Refine = Verbessern). Heutzutage ermöglichen biopolymer-basierte Trägerstrukturen wie die bakterielle Nanozellulose (BNC) die Entwicklung von neuartigen intestinalen Gewebemodellen, da die BNC eine große Ähnlichkeit hinsichtlich der Faseranordnung und der hydrophilen Eigenschaften mit der nativen ECM aufweist. Darüber hinaus ist die BNC nicht tierischen Ursprungs und der Herstellungsprozess schneller, gut standardisiert als auch kostengünstig. In diesem Zusammenhang wurde im ersten Teil dieser Arbeit nachgewiesen, dass die BNC als alternative Trägerstruktur für standardisierte und funktionelle Organmodelle in vitro geeignet ist. Dafür wurden Caco-2 Zellen auf zwei Varianten der BNC kultiviert, die sich in ihrer Oberflächentopographie unterscheiden, wobei die nicht-modifizierte BNC eine glatte Oberfläche und die oberflächen-strukturierte BNC eine ausgerichtete Faseranordnung aufweist. Als Kontrollen dienten Caco 2 zellbasierte in vitro Modelle, die auf PET- oder SIS Matrizes aufgebaut wurden. In dieser Studie wiesen die BNC-basierten Modelle die wichtigsten organ-spezifischen Eigenschaften auf, darunter eine typische zelluläre Morphologie, ein charakteristisches Expressionsprofil der Tight Junction Proteine, repräsentative ultrastrukturelle Merkmale und die Bildung einer dichten epithelialen Barriere verbunden mit einer entsprechenden Transportaktivität. Zusammenfassend bestätigten diese Ergebnisse die hohe Qualität der BNC-basierten Caco-2 Modelle unter kosteneffizienten Herstellbedingungen und ihre Eignung für präklinische Forschungszwecke. Allerdings kann die volle Funktionsvielfalt des menschlichen Darms durch Caco-2 Zellen aufgrund ihres kanzerogenen Ursprungs und der exklusiven Repräsentanz von Enterozyten nicht abgebildet werden. Neben der Trägerstruktur die für den Aufbau der in vitro Modelle verwendet wird, trägt auch die zelluläre Einheit zur Etablierung von funktionalen Modellen bei, weshalb es von großer Bedeutung ist, die zelluläre Vielfalt des Dünndarms in diesen Modellen in vitro nachzuahmen. In diesem Zusammenhang sind die primären intestinalen Organoide, die sich hauptsächlich aus Enterozyten, Becherzellen, enteroendokrinen Zellen, Paneth Zellen, Vorläuferzellen und Stammzellen zusammensetzen, von großem Interesse, da die zelluläre Komponente eine große Ähnlichkeit zum nativen Epithel aufweist. Derartige primäre Organoide werden üblicherweise in einer 3D-Matrigel® Umgebung und einer speziellen Formulierung des Mediums, die mit einer Vielzahl an Wachstumsfaktoren ergänzt wird, um das Stammzellpotenzial zu erhalten, die Differenzierung zu hemmen, die Zellmigration zu stimulieren und somit eine langfristige in vitro-Kultivierung zu unterstützt. Intestinale primäre Sphäroid-/Organoidkulturen wurden auf beiden BNC Varianten als Transwell®-ähnliche Modelle aufgebaut. Dabei zeigte sich eine fragmentierte Zellschicht was darauf schließen lässt, dass die Matrix unter diesen Bedingungen für den Modellaufbau ungeeignet ist. Da der BNC-Herstellungsprozess sehr flexibel ist, könnten die Oberflächen-eigenschaften in zukünftigen Studien angepasst werden, um so eine gute Zelladhäsion auch für primäre Darmzellen zu ermöglichen. Die Anwendung dieser Organoid-basierten Kulturen stellt jedoch für die präklinische Forschung eine enorme Herausforderung dar, da die Kultivierung komplex und zudem sehr zeit- und kosten-intensiv ist. Im Hinblick auf das hohe Potenzial der primären intestinalen Sphäroide/Organoide und der Notwendigkeit eines vereinfachten aber prädiktiven Modells für präklinische Forschungs-zwecke, befasste sich der zweite Teil der Arbeit mit der Etablierung einer primären immortalisierten intestinalen Zelllinie, die eine standardisierte und kosteneffiziente Kultur ermöglicht, wobei die zelluläre Vielfalt der in vitro Organoid-Kulturen erhalten bleibt. In dieser Studie wurden primäre Organoide aus dem murinen und dem menschlichen Dünndarm durch die ektopische Expression eines 10- (murin) bzw. 12 Komponenten (human) Pools von Genen, welche im Hinblick auf die Regulation der Stammzellen und dem Zellzyklus bekannt sind, in Zusammenarbeit mit der InSCREENeX GmbH in einer 2D- und 3D-basierten Transduktionsstrategie immortalisiert. In erster Linie wurden die etablierten Zelllinien (Zellklone) auf ihren Bedarf an Wachstumsfaktoren für die Kultivierung unter vereinfachten und kosteneffizienten Bedingungen hin untersucht. Während die murinen Zellklone auf unbeschichteten Kunststoff in einer Mediumformulierung mit hEGF, mNoggin, Y-27632 und 10% FCS wuchsen, zeigten die humanen Zellklone eine Notwendigkeit für eine Col I-Vorbeschichtung zusammen mit einer Zusammensetzung des Mediums, wie sie üblicherweise für primäre humane Sphäroide/Organoide verwendet wird. Darüber hinaus führten diese vorangegangenen Analysen dazu, dass nur ein humaner Zellklon und drei murine Zellklone umfänglich charakterisiert wurden. Studien zu proliferativen Eigenschaften und spezifischen Gen- sowie Proteinexpressionsprofilen dieser Klone haben gezeigt, dass vermutlich Vorläuferzellen (TACs) anstelle der differenzierten Zelltypen der primären Organoide immortalisiert wurden, da die Kultivierung in 2D, 3D oder in Transwell®-basierten Modellen zu einem geringfügig veränderten Genexpressionsprofil im Vergleich untereinander und zudem zu einem stark reduzierten mRNA-Transkriptionswert für die analysierten Markergene, welche die differenzierten Zelltypen des nativen Epithels repräsentieren, die Folge war. Weiterhin zeigte die 3D-Kultivierung die Bildung von Sphäroid-ähnlichen Strukturen, jedoch keine Organoid-ähnlichen Strukturen unter verlängerten Kultur-bedingungen, was darauf hinweist, dass diese Zellpopulationen ihre Eigenschaft zur Differenzierung hin zu spezifischen intestinalen Zelltypen eingebüßt haben. Die Transwell®-basierten Modelle, welche für jeden Klon etabliert wurden, weisen zudem Organ-spezifische Eigenschaften auf, wie eine epitheliale Morphologie, ein charakteristisches Protein-expressionsprofil mit einer apikalen Schleimschicht, welche den Villin-1 positiven Zelllayer bedeckt und somit den Nachweis erbringt, dass die entstandenen immortalisierten Zellpopulationen zu einem gewissen Anteil aus Becherzellen und Enterozyten bestehen. Zudem konnten repräsentative Tight-Junction Komplexe, die auf eine dichte epitheliale Barriere hinweisen, in entsprechenden Proteinexpressionsprofilanalysen nachgewiesen werden. Der Nachweis einer sowohl dichten als auch funktionellen epithelialen Barriere konnte weitergehend durch TEER-Messungen und in vivo-ähnliche Transportmechanismen für die etablierten Zellklone qualifiziert werden, wodurch diese Zellen als alternative Zellquelle für in vitro Modelle des Dünndarms verwendet werden können. Darüber hinaus begünstigt die einfache Handhabung und Zellexpansion unter kostengünstigeren Bedingungen im Vergleich zu primären Organoidkulturen den Einsatz dieser neu-generierten Zellklone für Bioverfügbarkeits-Studien. Zusammenfassend zeigte diese Arbeit neue Komponenten, strukturelle und zelluläre, für die Etablierung alternativer in vitro-Modelle des Dünndarmepithels, die in präklinischen Screenings für reproduzierbare Studien hinsichtlich der Medikamententestung verwendet werden können.