1\. EINLEITUNG 1 1.1 Die BTB-Domäne 1 1.2 Die BTB-Superfamilie 3 1.3 BTB Proteine in Arabidopsis thaliana 5 1.4 Der Ubiquitin-Proteasom-Weg 10 1.5 Ubiquitinierung als regulatorisches Prinzip 13 1.5.1 Selektion der Substratproteine durch Pre-Modifikationen 14 1.5.2 Mono-, Multi- und Polyubiquitinierung 14 1.5.3 Modulation von Ubiquitinketten 15 1.6 Cullin Ubiquitin E3-Ligasen 16 1.6.1 Cullin1 - Der SCF Komplex 16 1.6.2 Cullin4 - DNA damage-binding Proteins (DDB) 17 1.6.3 Der Anaphase Promoting Complex (APC) 17 1.6.4 Cullin3 - BTB Proteine 19 1.7 Die Arabidopsis BPM (BTB/POZ-MATH) Proteinfamilie 19 1.8 Zielsetzung der Arbeit 21 2\. MATERIAL UND METHODEN 23 2.1 Materialien 23 2.1.1 Chemikalien und Oligonukleotide 23 2.1.2 Enzyme, Marker, Antikörper 23 2.1.3 Organismen und deren Anzucht 24 2.1.3.1 Bakterien Stämme 24 2.1.3.2 Saccharomyces cerevisiae Stamm 24 2.1.3.3 Pflanzen 25 2.1.4 Nährmedien, Selektion, Plasmide 25 2.1.4.1 Nährmedien und Selektion - Bakterien 25 2.1.4.2 Nährmedien und Selektion - Saccharomyces cerevisiae 26 2.1.4.3 Nährmedien und Selektion - Arabidopsis thaliana 27 2.1.4.4 Plasmide 28 2.2 Allgemeine Methoden 28 2.3 Molekularbiologische Methoden 28 2.3.1 Herstellung und Transformation chemokompetenter E. coli 28 2.3.2 Herstellung und Transformation elektrokompetenter E. coli 29 2.3.3 Herstellung und Transformation elektrokompetenter A. tumefaciens 29 2.3.4 Isolierung von Plasmid-DNA aus E. coli 30 2.3.5 Isolierung von Plasmid-DNA aus A. tumefaciens 30 2.3.6 DNA-Aufreinigung und Quantifizierung von Nukleinsäuren 31 2.3.7 Isolierung genomischer DNA aus A. thaliana 31 2.3.8 RNA Extraktion aus Pflanzenmaterial 32 2.3.9 Semiquantitative RT PCR 32 2.3.10 Northern-Blot Analyse 33 2.3.10.1 Denaturierende Agarosegelelektrophorese zur Trennung von RNA und Northern-Blottin 33 2.3.10.2 Herstellung radioaktiv markierter Sonden und Northern-Hybridisierung 33 2.3.11 Klassische Klonierung und GatewayTM Klonierungen 34 2.3.12 Proteininteraktionstest in S. cerevisiae mit dem Yeast Two-Hybrid-System 34 2.3.12.1 Herstellung und Transformation kompetenter S. cerevisiae 34 2.3.12.2 Y2H- screening einer cDNA Expressionsbibliothek 35 2.3.12.3 Amplifizierung und Aufreinigung einer Expressionsbibliothek 36 2.3.12.4 Isolierung von Plasmid-DNA aus S. cerevisiae 37 2.3.12.5 Analyse der Plasmide aus dem Hefescreen 38 2.3.13 Zielgerichtete Plasmid-Mutagenese 38 2.4 Pflanzenanzucht und -transformation 38 2.4.1 Samensterilisation und Sterilkultur A. thaliana 38 2.4.2 Anzucht von A. thaliana Pflanzen in Erde 39 2.4.3 Stabile Transformation von A. thaliana durch Agrobakterien 39 2.4.4 Kreuzung von A. thaliana Pflanzen 39 2.4.5 Topfanzucht und Transformation von N. benthamiana Pflanzen 39 2.4.6 Qualitativer Nachweis der GUS-Aktivität durch histologische Färbung 40 2.4.7 Mikroskopie, DAPI-Färbung 41 2.5 Proteinbiochemische Methoden 41 2.5.1 Proteinextraktion aus Pflanzen 41 2.5.2 Expression und Aufreinigung von GST-Fusionsproteinen 42 2.5.3 Proteinbestimmung und SDS-PAGE 42 2.5.4 Western-Blot Analyse 43 2.5.5 DNA- Protein Interaktionen 43 2.5.6 Protein-Protein Interaktionen 44 2.5.6.1 In vitro Transkription/Translation 44 2.5.6.2 in vitro - Interaktionstest 44 2.5.6.3 Interaktionstests in Pflanzenextrakt 45 3\. ERGEBNISSE 47 3.1 Sequenzanalysen der BPM Familie 47 3.2 Interaktionsanalyse innerhalb der BPM Proteinfamilie und mit CUL3 Proteinen 50 3.3. Suche nach BPM- Interaktoren mittels Y2H cDNA library screen 53 3.3.1 Auswahl und Erstellung der Y2H bait- Konstrukte 53 3.3.2 Vorversuche und Durchführung des Hefe-screens 54 3.4. BPM Proteine interagieren mit Proteinen der AP2/ERF Familie 59 3.4.1 RAP2.4 interagiert spezifisch mit den sechs BPM Proteinen 60 3.4.2 BPM Proteine binden spezifisch verschiedene AP2-Proteine 61 3.4.3 RAP2.4 bildet Homo- und Heterodimere 63 3.4.4 Die BPM/RAP2.4 Interaktion erfolgt zwischen der MATH- Domäne und einem N-terminalen Bereich von RAP2.4 64 3.5 Herstellung von Überexpressionspflanzen 67 3.5.1 Interaktionsstudien mit in planta exprimierten Hybridproteinen 70 3.5.1.1 Pulldown-Experimente mit 35S:GFP:BPM4 Pflanzenextrakt (A.thaliana) 70 3.5.1.2 Pulldown-Experimente mit PDX1.3:myc:CUL3A Pflanzenextrakt (A. thaliana) 71 3.5.1.3 Pulldown-Experimente in 35S:RAP2.4:myc Pflanzenextrakt (N. benthamiana) 72 3.5.2 Untersuchungen zur Proteinstabilität von RAP2.4:myc und GFP:BPM4 73 3.6 Subzelluläre Lokalisation 77 3.6.1 Subzelluläre Lokalisation der BPM Proteine 77 3.6.2 Subzelluläre Lokalisation des BPM-Interaktors RAP2.4 82 3.6.3 Subzelluläre Lokalisation des BPM-Interaktors CUL3A 83 3.7 Expressionsanalysen 84 3.7.1 Analyse der BPM Expression anhand von Promotor:GUS Pflanzen 84 3.7.1.1 Expression BPM1 85 3.7.1.2 Expression BPM2 86 3.7.1.3 Expression BPM3 88 3.7.1.4 Expression BPM4 89 3.7.1.5 Expression BPM5 90 3.7.1.6 Expression BPM6 91 3.7.1.7 Zusammenfassung der Ergebnisse der Promotor:GUS Analysen der BPM Gene 93 3.7.1.8 Expression RAP2.4 94 3.7.2 RT-PCR Analyse 96 3.8 Untersuchungen von Insertionsmutanten für BPM2, BPM5, BPM6 und RAP2.4 98 3.8.1 Identifizierung von bpm Mutanten 98 3.8.2 Ergänzender Versuchsansatz zum Ausschalten von BPM1 und BPM4 durch antisense Konstrukte 100 3.8.3 Identifizierung einer rap2.4 Mutante 103 3.8.4 Vergleich von asbpm4, bpm5-2, rap2.4-1 und Col0 unter verschiedenen physiologischen Bedingungen 103 3.9 Induktionsanalysen durch RT- PCR 107 3.10 EMSA Analysen 110 3.10.1 GST:RAP2.4 bindet in vitro an ein Fragment des rd29A Promotors 110 3.10.2 Die Mutagenese der AP2 Domäne führt zum Verlust der DNA-Bindung 111 3.10.3 Die Interaktion BPM/RAP2.4 hat in vitro keinen Einfluß auf die DNA Bindung durch RAP2.4 113 4\. DISKUSSION 115 4.1 Die Interaktoren der BPM Proteine 116 4.2 Kartierung der BPM1/RAP2.4 Interaktion 121 4.3 Stabilitätsanalysen RAP2.4 und BPM4 122 4.4 Die subzelluläre Lokalisation 123 4.5 Die gewebe- und entwicklungsspezifische Expression 124 4.6 Die Wirkung von ABA, ACC, NaCl, Sorbitol und Trockenstress 125 4.7 Eigenschaften der RAP2.4 DNA Bindung 128 4.8 Schlußfolgerungen und Ausblick 129 5\. ZUSAMMENFASSUNG 131 6\. SUMMARY 133 7\. LITERATURVERZEICHNIS 135 8\. ERFOLGTE PUBLIKATIONEN 149 9\. DANKSAGUNG 150 10\. ANHANG 151, BTB-Proteine sind definiert durch das hochgradig konservierte Protein-Protein- Interaktionsmotiv BTB/POZ (Bric-a-Brac/Tramtrack/Broad complex/POX Virus and Zink finger), welches oft in Kombination mit anderen Protein- oder DNA- Bindedomänen auftritt. In Pflanzen und Tieren wurde die Assoziation von BTB- Proteinen mit Cullin3 Proteinen demonstriert. Als Untereinheiten multimerer Ubiquitin-Ligasen vermitteln CUL3-BTB Komplexe die Ubiquitinierung von Substratproteinen, wodurch sie regulierend in biologische Prozesse, wie Entwicklung, Zellzyklus und Pathogenantwort eingreifen. Das Arabidopsis Genom kodiert für zwei CUL3 Proteine und etwa 80 BTB-Proteine. Letztere werden nach ihrer Domänen-Komposition in zehn Familien unterteilt. Die im Rahmen dieser Arbeit untersuchte Arabidopsis BPM (BTB-MATH) Familie umfaßt sechs Mitglieder (61-89 % Identität der Aminosäuresequenzen), die die Fähigkeit zur Homo- und Heterodimerisation besitzen. Neben Interaktionen innerhalb der Familie können BPM1-5 zusätzlich mit CUL3 assoziieren. Diese Ergebnisse führten zu der Hypothese, daß die BPM Proteine Substratadapter von modularen Ubiquitin E3-Ligasen mit CUL3 als zentrale Untereinheit sind. Die Aktivität solcher Komplexe mit CUL3- und BPM-Homologen wurde bereits für Säugetiere und Ceanorhabditis elegans gezeigt. Mittels Promotor:GUS Fusionskonstrukten und RT-PCR Analyse wurde die Expression der BPM Gene in verschiedenen Geweben dokumentiert, und die Induktion der Expression einiger Mitglieder durch die Applikation von Salz, Osmotika bzw. Trockenstress aufgezeigt. Lokalisationsanalysen mit GFP Fusionsproteinen ergaben eine Beschränkung der subzellulären Lokalisation der GFP:BPM Proteine auf den Nukleus und/oder das Cytoplasma. Auf der Suche nach Bindungspartnern und potentiellen Substratproteinen von CUL3-BPM E3-Ligasen wurden in zwei Y2H-screens eine Reihe von Transkriptionsregulatoren der ERF/AP2 (Ethylene Response Factor/APETALA2) Genfamilie als Interaktoren der BPM MATH-Domäne identifiziert. Einer dieser ERF/AP2-Transkriptionsfaktoren, RAP2.4 (At1g78080), wurde im Detail analysiert. RAP2.4 bindet spezifisch die MATH- Domäne der BPM Proteine, innerhalb der Familie aber unspezifisch alle Mitglieder. Eine weitere Kartierung der Bindemotive grenzt die interagierenden Proteinbereiche ein, allerdings wurde weder eine Beteiligung der AP2-Domäne an der BPM1/RAP2.4 Bindung ausgeschlossen, noch ein Konsensusmotiv für mehrere BPM Interaktoren identifiziert. Die Assoziation der BPM Proteine mit Vertretern verschiedener AP2-Familien, bei gleichzeitiger Bindungsspezifität innerhalb der RAP2.4-Unterfamilie, spricht jedoch für ein unabhängiges BPM Bindemotiv. EMSA-Experimente ergaben eine Bindung des RD29A Promotors durch RAP2.4 in vitro, wobei kein Einfluß einer Interaktion mit den BPM Proteinen beobachtet werden konnte. Experimente zur Stabilität des Transkriptionsfaktors zeigten außerdem, daß ein schneller Abbau des RAP2.4 Proteins in planta in Abhängigkeit vom 26S Proteasom erfolgt. Beschränkt durch fehlende Nullmutanten wurden rap2.4-1, bpm5-2, sowie während dieser Arbeit generierte asbpm4 antisense Pflanzen mit dem Wildtyp verglichen. Es wurden keine grundsätzlichen Veränderungen in Morphologie oder Entwicklung beobachtet. Die Ergebnisse der Behandlungen mit Phytohormonen, Salz, Osmotika und Trockenstress gaben Hinweise auf einen funktionalen Zusammenhang von BPMs und RAP2.4 im Bereich der Stresstoleranz. In ihrer Gesamtheit unterstützen die erzielten Ergebnisse die Annahme, daß die Funktion der BPM/RAP2.4 Assoziation die Rekrutierung des RAP2.4 Proteins in eine CUL3 E3-Ligase mit anschließender Ubiquitinierung von RAP2.4 ist. CUL3-BPM E3-Ligasen mit ERF/AP2 Transkriptionsfaktoren als Substratproteine würden einen neuen Regulationsmechanismus transkriptioneller Stressantworten darstellen., The BTB proteins are defined by a highly conserved protein-protein-interaction motif BTB/POZ (Bric-a-Brac/Tramtrack/Broad complex/POX Virus and Zink finger), often combined with a secondary protein- or DNA-binding domain. In plants and animals the association of BTB proteins with Cullin3 proteins was demonstrated. As subunits of multimeric Ubiquitin-ligases CUL3-BTB complexes mediate ubiquitination and subsequent degradation of substrate proteins, and by this regulating diverse biological processes like development, cell cycle and response to pathogens. The Arabidopsis genome encodes two putative redundant CUL3 proteins, called CUL3A and CUL3B, and approximately 80 BTB proteins that are subdivided into 10 families by the composition of their domains. The BTB-MATH (BPM) family, analysed in this work, contains six members (61-89% identity in amino acid sequences) that are capable of forming homo- and heterodimers. Beside the interactions in between the family BPM1-5 can additionally assemble with the CUL3 proteins. These results led to the hypothesis that BPM proteins are substrate adaptors for modular ubiquitin ligases with CUL3 as the central scaffolding subunit. The activity of complexes with CUL3 and BPM-homologes was already shown in mammalia and Ceanorhabditis elegans. Using promoter:GUS fusion constructs and RT-PCR analysis the expression of BPM genes in all tested tissues was documented, and additionally the induction of some of the members by application of salt, osmotics and drought was uncovered. Localisation analysis with GFP fusion proteins showed a restriction of the subcellular localisation of BPM proteins to the nucleus and/or cytoplasm. To search for binding partners and potential substrate proteins of CUL3-BPM E3-ligases two Y2H screens were performed, identifying several transcription regulators of the ERF/AP2 (Ethylene Response Factor/APETALA2) gene family as interactors of the BPM MATH-domain. One of these ERF/AP2 transcription factors, RAP2.4 (At1g78080), was analysed in detail. The protein binds specifically the MATH domain of BPM proteins, but within the BPM family with all members. By further mapping the binding motifs, the interacting areas of the proteins could be narrowed down. However, neither it could be excluded the participation of the AP2 domain, nor a clear consensus sequence for BPM interactors was identified. The assembling of BPM proteins with members of different AP2 families, along with the shown high binding specificity within the subfamily of RAP2.4, argues for an independent BPM binding motif. Using EMSA assays it was demonstrated that RAP2.4 is able to bind the RD29A promoter in vitro and that this interaction is not influenced by assembling with BPM proteins. Moreover the analysis of protein stability of the transcription factor revealed a rapid degradation of RAP2.4 by the 26S proteasome in planta. Restricted by the lack of null mutants in the common seed collections rap2.4-1, bpm5-2 and asbpm4 antisense plants, generated during this project, were compared to wild type plants. No fundamental alterations in development or morphology were observed. Results of diverse treatments with phytohormones, salt, osmotics and drought gave hint to a functional link of BPMs and RAP2.4 in stress tolerance. In summary, the achieved results support the assumption that the function of BPM/RAP2.4 assembling is the recruitment of RAP2.4 to a CUL3-based E3-ligase with subsequent ubiquitination of RAP2.4. CUL3-BPM E3-ligases would constitute a novel regulatory mechanism of transcriptional stress responses.